THP-1细胞是一种人类单核细胞白血病细胞系，是研究巨噬细胞功能的经典体外模型。在实验中，细胞因子刺激是一种常见的THP-1细胞诱导分化方法。IL-4和IL-13等细胞因子能够促使THP-1细胞分化为巨噬细胞，并启动特定的信号通路，进而调控细胞功能。这种方法可以模拟体内的免疫调节过程，并提供一种便捷的方式来研究巨噬细胞在炎症反应、免疫调节和抗肿瘤等方面的功能。

巨噬细胞被分为两种主要类型：M1型巨噬细胞和M2型巨噬细胞。THP-1细胞通常用佛波酯(PMA)诱导分化为巨噬细胞，然后在PMA仍然存在的情况下：加入脂多糖(LPS)、IFN-γ培养48h，诱导其向M1极化；加入IL-4、IL-13培养48h，诱导其向M2极化；最后，在无刺激物和无PMA的情况下，用无血清RPMI-1640基础培养基重悬细胞，可保持72h。

本试剂盒用于将THP-1细胞系分化为巨噬细胞（M1或M2型）。本试剂盒包含重组人IL-13、重组人IL-4、重组人IFN-γ、佛波酯(PMA)和脂多糖（LPS） 5种试剂。PMA，用于将THP-1单核细胞初步分化为未极化的M0型巨噬细胞。IFN-γ和LPS启动M1极化的核心信号。IL-4 与 IL-13协同作用，驱动细胞向M2表型极化。

产品组分

产品包含

以上试剂使用浓度仅供参考，最佳浓度请参考相关文献，根据具体实验条件和实验目的优化。

复溶方法

高稳定性、高纯度、高活性

THP-1细胞诱导M1/M2型巨噬细胞实验方案

实验原理

THP-1细胞为悬浮生长的人单核细胞系，PMA可激活蛋白激酶C（PKC）信号通路，促使其周期停滞、表达黏附分子，分化为贴壁生长的M0型巨噬细胞（具备巨噬细胞基础表型与功能）。后续通过不同细胞因子微环境调控极化方向：LPS（脂多糖）联合IFN-γ可激活NF-κB通路，诱导M0向促炎的M1型极化，高表达促炎因子与CD86等标志物；IL-4联合IL-13可激活JAK-STAT6通路，诱导向抗炎修复型M2极化，高表达抗炎因子与CD206等标志物。

实验步骤

一、THP-1细胞预处理与M0诱导

1.细胞准备：取出培养箱中的THP-1细胞，轻轻吹打均匀，取10μL细胞悬液与10μL台盼蓝混合，计数板计数，调整细胞密度至1×10⁶ cells/mL。

2.接种：将细胞悬液接种至6孔板，每孔2mL；

3.PMA诱导：加入 PMA 至终浓度 100 ng/mL（也可根据细胞状态调整为 50 ng/mL），轻轻晃动混匀。

4.培养：置于 37℃、5% CO₂培养箱中培养 24–48 h。倒置显微镜观察细胞形态（贴壁、呈不规则形、胞体增大为M0诱导成功标志）。

5.静息：吸弃含PMA的培养基，PBS轻轻润洗2次（彻底去除残留PMA），更换新鲜完全培养基（无PMA），继续培养24h使细胞静息，稳定M0状态。

二、M1型巨噬细胞极化诱导

1.极化培养基配制：在完全培养基中加入LPS（终浓度100ng/mL）与IFN-γ（20ng/mL）。

2.刺激培养：吸弃M0细胞的静息培养基，每孔加入2mL M1极化培养基，继续培养24-48h。

三、M2型巨噬细胞极化诱导

1.极化培养基配制：在完全培养基中加入IL-4与IL-13，终浓度均为20ng/mL。

2.刺激培养：吸弃M0细胞的静息培养基，每孔加入2mL M2极化培养基，继续培养48h（保障抗炎表型稳定表达，胞质丰富、伪足特征明显）。

四、极化效果验证

1.形态学观察（倒置显微镜，40×和100×）

M1型：细胞体积紧凑，呈阿米巴样或不规则圆形，短丝状伪足丰富，胞质内溶酶体密集（嗜碱性增强），具备强吞噬与运动能力。

M2型：细胞体积更大，呈扁平多角形或椭圆形，板状伪足发达，胞质透明（内质网/高尔基体丰富），伪足数量少于M1，侧重组织修复相关形态特征。

2. 表型标志物检测（流式细胞术）

a.细胞收集：吸弃培养基，PBS润洗后，用细胞刮轻轻刮取贴壁细胞，1200rpm离心5min，收集细胞沉淀。

b.抗体染色：用PBS重悬细胞至1×10⁶ cells/mL，取100μL加入流式管，分别加入CD86-PE、CD206-FITC抗体及对应同型对照，4℃避光孵育30min。

c.检测分析：PBS洗涤2次，离心弃上清后用300μL PBS重悬，流式细胞仪检测。M1型以CD86⁺高表达为特征，M2型以CD206⁺高表达为特征，阳性率≥70%视为极化成功。

3. 功能因子验证（可选）

M1型：ELISA检测上清中TNF-α、IL-6、iNOS含量，或qPCR检测TNF-α、iNOS基因表达（均显著上调）。

M2型：ELISA检测上清中IL-10、TGF-β含量，或qPCR检测IL-10、Arg-1基因表达（均显著上调）。